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Métabolisme des lipides de réserves
Synthèse des triacylglycérols (TAG)
Les triacylglycérols (TAG) représentent les principaux composants des lipides de réserve chez les plantes. Ils sont synthétisés dans le réticulum endoplasmique et sont composés d’un squelette glycérol sur lequel sont acylés trois acides gras. Pour les végétaux, les acides gras sont une source d’énergie carbonée très importante, faisant des TAG une réserve d’énergie par excellence. Chez les plantes, les TAG sont produits lors du développement de l’embryon, permettant à la graine d’accumuler l’énergie dont elle aura besoin au cours de sa germination. Pour cette raison, de nombreuses études se sont focalisées sur ce modèle, afin de décortiquer les mécanismes de formation et d’accumulation des TAG. Néanmoins, les tissus végétatifs sont aussi capables de produire des TAG de manière transitoire, notamment en cas de stress.
La production de TAG implique un réseau métabolique complexe, qui fait intervenir différentes voies de synthèse, dont de nombreuses étapes sont communes avec les voies de production des lipides membranaires (Chen et al 2012, Li-Beisson et al 2013). Ainsi, la synthèse des TAG peut être réalisée par une voie linéaire d’assemblage, appelée voie de Kennedy ou par des mécanismes plus complexes faisant intervenir les phospholipides, dont la PC.
Voie Kennedy
La manière la plus simple de synthétiser des TAG passe par la voie de Kennedy, que nous avons déjà évoqué pour la synthèse des lipides membranaires (p 28). Le glycérol 3- phosphate subit deux acylations successives sous l’action des GPAT et LPAAT, pour former de l’acide lysophosphatidique puis de l’acide phosphatidique (Figure 21). Cette dernière molécule est prise en charge par une phosphatase (PAH) pour former du DAG. Ce pool de DAG synthétisé de novo est un carrefour dans la synthèse des glycérolipides qui peut être utilisé pour la synthèse de lipides membranaires comme la PE et la PC ou pour la production de TAG (Kennedy 1961, Bates et Browse 2012, Li-Beisson et al 2013) (Figure 21). Dans ce dernier cas, la synthèse de TAG implique une dernière acylation sur la position sn-3 du DAG, réaction catalysée par une DIACYLGLYCEROL ACYLTRANSFERASE (DGAT). Chez Arabidopsis, trois isoformes ont été caractérisées (Hernandez et al 2012). Le KO du gène DGAT1 n’entraine qu’une réduction partielle de la production d’huile dans la graine. Dans ce mutant, l’activité des autres isoformes DGAT ainsi que celle de la PHOSPHOLIPID DIACYLGLYCEROL ACYLTRANSFERASE (PDAT) peuvent prendre le relais, ce qui pourrait expliquer le phénotype (p 54). Un KO du gène DGAT2 n’entraîne aucun changement au niveau de l’accumulation de TAG. Cependant, DGAT2 montre une préférence pour le transfert en sn-3 des acides gras dits « atypiques », notamment chez le ricin commun, qui dispose d’acides gras hydroxylés (Liu et al 2012). Et une troisième isoforme, DGAT3 a été identifiée comme étant impliquée dans le recyclage des acides gras 18:2 et 18:3 dans les molécules de TAG chez un mutant d’A. thaliana déficient pour le catabolisme des TAG (Hernandez et al 2012). Parce que ces enzymes catalysent une étape majeure dans la synthèse des TAG, les DGAT sont la cible de nombreuses études pour modifier quantitativement et qualitativement la production d’huile et de biocarburants.
Voies de synthèses impliquant la PC
La voie Kennedy requière un flux d’acide gras provenant du plaste, qui permet la formation de TAG par ajout successif de trois acides gras saturés ou monoinsaturés. Or, cette voie de synthèse ne peut pas expliquer à elle seule la diversité des molécules de TAG, qui contiennent de nombreux acides gras polyinsaturés. La composition des TAG chez les plantes fait également intervenir un flux d’acides gras modifiés (polyinsaturés) provenant du phospholipide membranaire, PC. Ainsi, la cellule est capable de coordonner des flux d’acides gras de diverses origines et de les canaliser en direction des TAG.
Deux grands mécanismes sont impliqués dans la régulation du flux des acides gras modifiés provenant de la PC, vers la synthèse des TAG. Le premier est l’édition des acides gras, qui implique des modifications et des échanges d’acides gras présents sur le squelette de la PC avec le pool d’acyl-CoA (Figure 23). Ce mécanisme n’implique pas de synthèse ou de turnover net de PC et donc pas de flux net de glycérol vers la PC. Le second fait intervenir un squelette DAG originaire de la PC : les acides gras de la PC sont modifiés, puis la tête polaire est sectionnée, permettant la création de molécules de DAG-dérivés de la PC et possédant des acides gras insaturés (Figure 25).
Mécanismes d’édition des acides gras
Chez les plantes, la désaturation des acides gras s’effectuent directement sur les glycérolipides et pour la voie eucaryote, principalement sur la PC (Sperling et al 1993). Les désaturations des acides gras font parties des mécanismes d’édition ou « acyl-editing », qui englobent tous les processus enzymatiques qui permettent les échanges et les modifications des acides gras portés par le squelette DAG de la PC. Ces mécanismes ont été pour la première fois mis en évidence par des expériences de radiomarquage chez le pois. Ces analyses ont démontré que les acides gras néosynthétisés dans le plaste et exportés vers le cytosol sont d’abord incorporés dans la PC. Les acides gras participant à la néosynthèse de PC sont les espèces 18:1, 18:0 et 16:0. L’espèce 18:1 est prise en charge par les désaturases du réticulum endoplasmique FAD2 et FAD3 pour produire des acides gras polyinsaturés (PUFAs), respectivement 18:2 et 18:3 (Okuley et al 1994, Arondel et al 1992). Ces PUFAs sont ensuite adressés au pool d’acyl-CoA par différents mécanismes et participent à la synthèse des autres glycérolipides membranaires et des TAG. Ainsi, le pool d’acyl-CoA est constitué d’acides gras saturés et monoinsaturés en provenance du plaste et d’acides gras
polyinsaturés produit par les mécanismes d’édition au niveau de la PC. D’autres expériences de radiomarquage sur le modèle A. thaliana ont aussi montré que c’est sur la position sn-2 de la PC que la majorité des modifications ont lieues (Tjellström et al 2012, Bates et al 2012).
Les mécanismes qui permettent le turn-over de la PC et de ses acides gras, approvisionnant ainsi les pools d’acyl-CoA et de DAG sont présentés dans la section suivante.
Le cycle de Lands
Une fois que les acides gras en position sn-2 de la PC ont été modifiés par l’action des FAD, ils sont libérés du squelette glycérol par une phospholipase A2 ou par l’action réverse de la LPCAT (LYSOPHOSPHATIDYLCHOLINE ACYLTRANSFERASE), dont deux isoformes existent chez A. thaliana. Ces enzymes coupent l’acide gras positionné en sn-2 de la PC, libérant de la lyso- PC et un acide gras qui rejoint le pool d’acyl-CoA (Figure 22). La LPCAT catalyse alors l’ajout d’un autre acide gras provenant du pool cytosolique d’acyl-CoA sur la position sn-2 libre de la lyso-PC, afin de reformer de la PC (Wang et al 2012). Ce cycle, nommé cycle de Lands, permet d’enrichir le pool d’acyl-CoA avec des acides gras polyinsaturés.
Dans les graines en développement du double mutant d’Arabidopsis lpcat1 lpcat2, les acides gras néosynthétisés sont incorporés en priorité dans le DAG puis retrouvés dans un second temps dans la PC. Ces résultats montrent que la PC est produite de novo à partir de DAG et que l’activité LPCAT est essentielle aux échanges entre pool de PC et pool d’acyl-CoA (Bates et al 2012). De plus, dans le double mutant, le taux de lyso-PC augmente et les transcrits des gènes codants pour les phospholipases A sont plus abondants, ce qui suggère que des mécanismes de compensation se mettent en place pour maintenir le cycle de Lands (Wang et al 2012).
Pour que les enzymes de la voie Kennedy puissent utiliser les acides gras nouvellement libérés, il faut qu’ils soient sous forme acyl-CoA. L’intervention des LACS nécessite la consommation de deux molécules d’ATP (Shockey et al 2003). Pour cette raison, l’action réverse de la LPCAT, qui permet d’enlever l’acide gras en position sn-2 et de le coupler directement à une molécule de coenzyme A, est sans doute un mécanisme thermodynamiquement plus favorable que celui des PLA2 (Lager et al 2013). De récentes études apportent la preuve que ce mécanisme est présent in vivo chez les plantes. Dans des lignées de levures dépourvues d’activité DGAT et portant une activité LPCAT faible, l’ajout des enzymes du lin : FAD2, FAD3 et DGAT1, permet d’augmenter le taux de PUFAs dans les TAG. L’introduction du gène LPCAT1 permet d’augmenter les niveaux de TAG polyinsaturés, ce qui confirme que l’action réverse de la LPCAT permet de transférer des PUFAs dans le pool d’acyl-CoA et que ces derniers sont ensuite utilisés par DGAT1 pour produire des TAG (Pan et al 2015).
Edition des acides gras par la PHOSPHOLIPID : DIACYLGLYCEROL ACYLTRANSFERASE (PDAT)
L’enzyme PHOSPHOLIPID : DIACYLGLYCEROL ACYLTRANSFERASE (PDAT) transfère directement l’acide gras en position sn-2 de la PC sur la position sn-3 d’une molécule de TAG, formant également de la lyso-PC comme coproduit (Dahlqvist et al 2000) (Figure 23). La lyso- PC serait ensuite pris en charge par la LPCAT pour être re-acylée (Xu et al 2012). Cette activité permet de transférer un acide gras nouvellement modifié directement vers les TAG, sans passer par le pool d’acyl-CoA. En effet, des études conduites principalement sur A. thaliana et R. communis, montrent que PDAT aurait une préférence pour le transfert des acides gras modifiés (Stahl et al 2004, van Erp et al 2011). Au sein de la voie de biosynthèse des TAG, les enzymes DGAT et PDAT ont donc la même fonction mais elles utilisent des pools d’acides gras différents, respectivement le pool d’acyl-CoA et les acides gras en position sn-2 de la PC. Une plante Arabidopsis KO pour le gène PDAT1 ne présente aucun changement dans la quantité et la composition des TAG présents dans la graine (Mhaske et al 2005).
Cependant, l’expression du gène codant pour la PDAT est surexprimée dans le mutant dgat1, qui produit alors 80% des TAG présents chez la plante sauvage (Zhang et al 2009). Ensemble, ces résultats suggèrent que l’action de PDAT est secondaire à celle de DGAT1 pour la synthèse de TAG dans les graines d’Arabidopsis, bien que pouvant compenser en grande partie l’absence de DGAT1. Des essais d’obtention de double mutant dgat1 pdat1 se sont révélés vains, montrant que les deux enzymes sont primordiales pour la plante (Zhang et al 2009). Récemment, l’implication de ces deux enzymes dans la production de TAG dans les feuilles a été démontrée. L’action de l’enzyme PDAT interconnecte les lipides membranaires et le métabolisme des TAG et elle joue un rôle important dans le maintien de l’homéostasie membranaire dans les feuilles, en cas de stress ou de forte production d’acide gras (Fan et al 2013 Plant Cell, Fan et al 2013 Plant Journal). La surexpression du gène codant pour PDAT1, entraine une accumulation de TAG sous forme de gouttelettes lipidiques dans les feuilles et s’accompagne d’une stimulation des enzymes FAS qui augmentent le flux de synthèse des acides gras. La prédominance d’utilisation par les cellules d’une enzyme envers l’autre dépend de l’espèce végétale et de son stade de développement (Banas et al 2013). Chez le tournesol, l’activité de la DGAT est cinq fois supérieure à celle de la PDAT, alors que dans les graines de carthame, l’activité PDAT est prédominante à la fin du développement de la graine.
L’enzyme PDAT est capable de retirer l’acide gras présent en sn-2 de la PC pour acyler la position sn-3 du DAG, formant ainsi une molécule de TAG (comportant un acide gras polyinsaturé en dernière position). La lyso-PC ainsi formée est recyclée par l’action de la LPCAT. Ce mécanisme de transfert d’acide gras sans passer par le pool d’acyl-CoA, privilégie l’incorporation des acides gras insaturés en sn-3 des TAG. Le cycle de Lands est représenté en flèches noires, l’action de PDAT en flèche bleues. Les flèches pleines représentent le flux du squelette glycérol et les flèches pointillées le flux d’acide gras. PC : phosphatidylcholine, PLA2 : PHOSPHOLIPASE A2, Lyso-PC : lyso-phosphatidylcholine, LPCAT : LYSOPHOSPHATIDYLCHOLINE ACYLTRANSFERASE, DAG : diacylglycérol, TAG : triacylglycérols, PDAT : PHOSPHOLIPID : DIACYLGLYCEROL ACYLTRANSFERASE. γ. Rôle des enzymes LYSOPHOSPHATIDYLCHOLINE TRANSACYLASE (LPCT) et ACYL-COA : GLYCEROPHOSPHOCHOLINE ACYLTRANSFERASE (GPCAT)
L’édition des acides gras portés en position sn-2 de la PC est le principal mécanisme eucaryote permettant la création de PUFAs. Cependant, la composition de la PC, notamment en espèces insaturées sur la position sn-1, démontre que d’autres mécanismes existent. La phospholipase A1 DAD1, est impliquée dans la synthèse de l’acide jasmonique mais aucune étude ne pointe pour le moment un rôle de ces phospholipases dans le turn-over des acides gras de la PC (Ishiguro et al 2001). Deux nouvelles enzymes ont été récemment identifiées dans les préparations microsomiales des graines de la plante oléagineuse carthame et dans les feuilles et les racines d’A. thaliana : LPCT et GPCAT pourraient jouer un rôle dans les échanges des acides gras entre les positions sn-1 et sn-2 de la PC (Lager et al 2015).
Précédemment, nous avons vu que la lyso-PC issue de l’action de la PDAT, d’une phospholipase A2 ou de l’activité réverse de la LPCAT, peut être ré-acylée par la LPCAT en PC.
Une réaction alternative passe par la LYSOPHOSPHATIDYLCHOLINE TRANSACYLASE (LPCT) qui utilise deux lyso-PC pour former de la glycérophosphocholine (GPC) et de la PC (Figure 24). LPCT transfère l’acide gras restant en sn-1 de la première lyso-PC sur la position sn-2 de la deuxième lyso-PC (Lager et al 2015). Cette voie permet de placer des acides gras insaturés ou modifiés en position sn-1 de la PC. L’intervention de l’ACYL-COA : GLYCEROPHOSPHOCHOLINE ACYLTRANSFERASE (GPCAT), permet de produire de la lyso-PC à partir de la molécule de GPC (Figure 24). Cette enzyme a d’abord été identifiée chez la levure (Stalberg et al 2008), puis son activité mesurée dans des fractions microsomales de plantes comme évoqué précédemment (Lager et al 2015). Ces deux enzymes mettent en lumière de nouveaux mécanismes d’échanges des acides gras en position sn-1 et sn-2 de la PC, permettant l’édition l’acide gras initialement positionné en sn-1.
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Table des matières
INTRODUCTION
A. Contexte sociétal & scientifique
B. Définition et diversité des lipides végétaux
C. Focus sur les glycérolipides
OBJECTIF DE LA THESE
DONNES BIBLIOGRAPHIQUES
I. Modèles végétaux
A. Plante : Arabidopsis thaliana
B. Diatomée : Phaeodactylum tricornutum
II. Métabolisme des glycérolipides
A. Synthèse des précurseurs
1. Synthèse des acides gras
a. Traffic des acides gras
i. Export du chloroplaste
ii. Transport au réticulum endoplasmique
iii. Retour au chloroplaste
iv. Transport aux peroxysomes
v. Transport à la membrane plasmique
b. Modifications des acides gras
c. Plantes en C16 versus C18
2. Synthèse de l’acide phosphatique (AP)
a. Voies de synthèses procaryote et eucaryote
b. Rôle dans la signalisation
3. Synthèse du diacylglycérol et du cytidine diphosphate-diacylglycérol
a. Synthèse du diacylglycérol (DAG)
i. Rôle du DAG dans la signalisation
b. Synthèse du cytidine diphosphate-diacylglycérol (CDP-DAG)
B. Métabolisme des glycérolipides membranaires
1. Synthèses des phospholipides
a. Synthèse des phospholipides dérivés du CDP-DAG
i. Phosphatidyldiacylglycérol (PG) et diphosphatidylglycérol (DPG)
ii. Phosphatidylinositol (PI)
iii. Phosphatidylsérine (PS)
b. Synthèse des phospholipides dérivés du DAG
i. Phosphatidyléthanolamine (PE)
ii. Phosphatidylcholine (PC)
α. Néosynthèse
Voie de synthèse n°1 : synthèse et rôle de la choline
Voie de synthèse n°2 : focus sur les PHOSPHOETHANOLAMINE N-METHYLTRANSFERASES (PEAMT)
2. Catabolisme des phospholipides
a. Les phospholipases A
b. Les phospholipases D
c. Les phospholipases C
i. Focus sur les NON-SPECIFIC PHOSPHOLIPASES C (NPC)
3. Synthèse des glycoglycérolipides
a. Monogalactosyldiacylglycérol (MGDG)
b. Digalactosyldiacylglycérol (DGDG)
c. Sulfoquinovosyldiacylglycérol (SQDG)
C. Métabolisme des lipides de réserves
1. Synthèse des triacylglycérols (TAG)
a. Voie Kennedy
b. Voies de synthèses impliquant la PC
i. Mécanismes d’édition des acides gras
α. Le cycle de Lands
β. Edition des acides gras par la PHOSPHOLIPID : DIACYLGLYCEROL ACYLTRANSFERASE (PDAT)
γ. Rôle des enzymes LYSOPHOSPHATIDYLCHOLINE TRANSACYLASE (LPCT) et ACYL-COA : GLYCEROPHOSPHOCHOLINE ACYLTRANSFERASE
ii. Production de DAG dérivé de la PC
α. Néosynthèse et turn-over de PC permettant la production de DAG
β. Rôle de la PHOSPHATIDYLCHOLINE DIACYLGLYCEROLCHOLINEPHOSPHOTRANSFERASE (PDCT) dans les échanges DAG-PC
2. Régulation de la production des TAG
a. Cas particulier de la graine
b. Cas particulier des tissus végétatifs
i. Les plantes stressées produisent des TAG dans les feuilles
3. Gouttelettes lipidiques : lieu de stockage des TAG
a. Synthèse et régulation des gouttelettes lipidiques
4. Catabolisme des TAG
D. Focus sur le métabolisme lipidique des microalgues
III. Stratégie de génétique chimique
A. Inhibiteurs de croissance
1. Synthèse des folates et Métabolisme C1
a. Folates
b. Métabolisme C1
c. Inhibiteurs de la DIHYDROFOLATE REDUCTASE (DHFR) et de la THYMIDYLATE SYNTHASE (TS)
i. Méthotrexate et analogues
α. Triméthoprime et pyriméthamine
β. Analogue de la pyrimidine : le 5- fluorouracile
2. Autres inhibiteurs
a. Inhibiteurs du cytosquelette
i. Taxol
ii. Oryzaline
b. Inhibiteur de la voie mTOR : la rapamycine
c. Inhibiteurs du métabolisme des stérols
i. Inhibiteurs de la HMG-CoA : statines
ii. Inhibiteurs de la squalène époxydase : buténafine et terbinafine
iii. Analogues structuraux des stérols : estrone et ethinylestradiol
MATERIEL ET METHODES
I. Matériel végétal
A. Construction de lignées de la plante A. thaliana
1. Sélection des lignées du NASC
a. Extraction d’ADN génomique
b. PCR de génotypage
2. Complémentation
a. Clonage du gène (Technique Gateway, partie I)
b. Transformation d’Escherichia coli
c. PCR sur colonies
d. Clonage du gène (Technique Gateway, partie II)
e. Transformation d’Agrobacterium tumefaciens
3. Lignées de surexpresseurs (OE)
4. Lignées de knock-out (KO) simple et double mutant (Technique CrispR/Cas9)
a. Technique
b. Design des guides
c. Clonage dans le vecteur d’entrée
d. Clonage dans le vecteur de destination
5. Transformation d’Arabidopsis thaliana
a. Sélection des transformants
i. Constructions Gateway
ii. Constructions CrispR/Cas9
6. Résumé des constructions
B. Cultures des plantes
1. En terre
2. In vitro
C. Cultures cellulaires de la plante A. thaliana et de la diatomée P. tricornutum
1. Culture d’Arabidopsis thaliana
a. Culture cellulaire
b. Culture de cals
i. Extraction d’ADNg de cals
c. Suivi de la croissance cellulaire
2. Culture de Phaeodactylum tricornutum
a. Préparation du milieu de culture ESAW
b. Conditions de culture
c. Suivi de la croissance cellulaire
3. Mesure de la chlorophylle et de la production de TAG
II. Expérience d’incubation des cultures cellulaires avec des molécules chimiques et en carence d’azote
A. Modèle cellulaire A. thaliana
1. Expérience d’incubation avec des lipides fluorescents dans les conditions MTX et carence d’azote
2. Expériences d’incubation avec des molécules radioactives
a. Suivi de la radioactivité dans le milieu de culture et de son incorporation dans les cellules
b. Expériences d’incubation avec des molécules radioactives durant le traitement MTX et en carence d’azote
B. Modèle de diatomée P. tricornutum
1. Criblage des molécules
a. Conditions de culture
b. Composés testés
i. Inhibiteurs de la croissance cellulaire
ii. Autres inhibiteurs
2. Scale-up de la culture pour le composé 5-fluorouracile et pour les carences en nutriments
III. Techniques de microscopie
A. Microscopie optique
B. Microscopie à épifluorescence
C. Microscopie confocale
1. Suivi de la chlorophylle
2. Suivi des lipides de stockage
3. Coloration des noyaux
4. Suivi des lipides fluorescents
IV. Analyse des glycérolipides de plante et de diatomée
A. Extraction (Méthode Folch)
B. Quantification des extraits totaux
1. Méthanolyse
2. Dosage des acides gras en chromatographie en phase gazeuse (GC-FID)
C. Séparation et dosage des glycérolipides
1. Chromatographie sur couche mince (TLC)
2. Dosage des glycérolipides
a. Extraction et analyse des lipides fluorescents (bodipy®)
i. Standards fluorescents
b. Extraction et analyse des lipides radioactifs
D. Dosage du ratio AdoMet/AdoHcy, de la phosphocholine et des acyl-CoA
V. Mesure de l’expression génique chez le modèle A. thaliana
A. Extraction de l’ARN messager
B. Rétrotranscription
C. PCR quantitative (qPCR)
1. Préparation des échantillons et des gammes de dilution
2. Réaction de qPCR
3. Interprétation des résultats de qPCR
VI. Mesure de l’expression protéique chez A. thaliana
A. Production des protéines NPC4 et 5
1. Clonage dans pMAL-Cx2
2. Production des protéines recombinantes NPC4/5-MBP
a. Test de production
b. Production en grand volume
c. Purification de protéines recombinantes avec une étiquette MBP
B. Extraction de protéines totales
1. Quantification des protéines par la méthode de Bradford
C. Western Blot
1. Migration des protéines : SDS-PAGE
2. Transfert des protéines
3. Incubation avec les anticorps : ECL
4. Révélation
VII. Statistiques
RESULTATS
I. Induction de la production de TAG dans des cultures cellulaires issues de la plante modèle A. thaliana
A. Corrélation entre vitesse de croissance cellulaire et insaturations des acides gras
Article : Levels of polyunsaturated fatty acids correlate with growth rate in plant
cell cultures, Meï et al, Scientific Report, 2015
B. Suivi de la croissance de cultures d’A. thaliana
C. Stratégie de génétique chimique sur les cultures cellulaires d’A. thaliana
1. Inhibiteurs du cytosquelette
2. Inhibiteurs de la voie mTOR et des stérols
3. Inhibiteurs de la voie de synthèse des folates
4. Discussion
D. Effets du traitement méthotrexate et de la carence d’azote sur le métabolisme des TAG
1. Données principales
Article : C1 metabolism inhibition and nitrogen deprivation trigger triacylglycerol accumulation in Arabidopsis thaliana cell cultures and highlight a role of NPC in phosphatidylcholine-to-triacylglycerol pathway, Meï et al, en cours de soumission, 2016
2. Données complémentaires
a. Variation du profil d’insaturation des acides gras au cours des deux traitements
b. Facteurs de transcription régulant la production de TAG au cours des deux traitements
c. Homéostasie de la PC au cours du traitement au MTX
i. Immunodétection des NON SPECIFIC PHOSPHOLIPASES C (NPC)
3. Discussion
II. Induction de la production de TAG chez la diatomée modèle P. tricornutum
A. Suivi de la croissance de cultures de P. tricornutum
B. L’effet repiquage
C. Analyse des glycérolipides de P. tricornutum
Article : Membrane glycerolipid remodeling triggered by nitrogen and phosphorus starvation in Phaeodactylum tricornutum, Abida et al, Plant Physiology, 2015
D. Stratégie de génétique chimique chez P. tricornutum
1. Inhibiteurs du métabolisme des stérols
2. Méthotrexate et analogues
a. Criblage des molécules sur P. tricornutum
b. Conditions de culture mixotrophiques et exposition au MTX de P. tricornutum
c. Scale-up du composé 5-fluorouracile chez P. tricornutum
3. Discussion
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
ANNEXE
Liste des Publications & Communications
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