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Les espèces d’algues brunes recensées sur les côtes atlantiques du Sénégal
La classe des Phéophycées est représentée au Sénégal par 9 familles réparties dans 6 ordres. Le nombre de genres connu est de 19.
BODIAN (2000) signale la présence de prés de 260 espèces d’algues marines parmi lesquelles 43 espèces d’algues brunes (voir liste ci-dessous). Toutes les espèces ayant au moins un astérisque ont été récoltées au cours des études menées par BODIAN (2000). Les deux astérisques signifient que l’ espèce ne figure pas dans la liste de HARPER et GARBARY (1997).
. Bachelotia antillarum (Grunow) Gerloff
. Basispora africana John et lawson .
. Colpomenia sinuosa (Mertens ex Rothi) Derbes et solier.
. Cystoseira abies-marina (S .Gmelin) C. Agardh.
. Cystoseira foeniculaceae (Linnarus) Greville.
. Cystoseira nodicaulis (withering) M.Roberts.
. Cystoseira senegalensis P Dangeard.
. Dictyopteris delicatula Lamouroux.*
. Dictyota ciliolata Kützing.*
. Dictyota crenulata J. Agardh.
. Dictyota dichotoma (Hudson) Lamouroux. *
. Dictyota divaricata Lamouroux.
. Dictyota naevosa (suhr ) Montagne.
. Ecklonia biruncinata (bory de Saint-Vincent) Papenfuss..
. Ectocarpus fasciculatus Harvey.
Le cycle de reproduction sexuée
Cette méthode est longue. Elle dure deux ans.
L’espèce devient fertile au cours du mois de mai et présente sur l’axe de la lame une ou deux branches longitudinales, sombres, presque noirâtres nommées sores.
Sur une coupe transversale, les sores apparaissent formés de plusieurs sacs microscopiques, les sporocystes, remplis de granulations sphériques mesurant 5 à 6 µm de diamètre.
De part et d’autre de chaque sporocyste, nous avons les paraphytes qui sont des cellules au contenu clair. A maturité, les sacs s’ouvrent par leur partie apicale et libèrent chacun dans le milieu, 50 à 60 spores qui nagent de quelques minutes à quelques heures à l’aide de deux flagelles latéraux.
Chaque spore se fixe, perd ses flagelles et germe en un filament microscopique plus ou moins ramifié : le gamétophyte.
Selon PEREZ (1997), les gamétophytes femelles sont courts et trapus à 12 degré Celsius. Ils sont formés de deux ou trois cellules qui s’arrondissent et deviennent plus sombre à cause des réserves qu’elles accumulent. La paroi squelettique se rompt et le contenu entre en contact avec le milieu et forme le gamète femelle immobile et dense.
Le nombre de cellules du gamétophyte femelle varie avec la température. Il est environ de 12 à 17 degrés Celsius et à 19 degrés Celsius la gamétogenèse est arrêtée. Les gamétophytes augmentent indéfiniment tant que les nutriments indispensables sont présents.
Les gamétophytes mâles sont minces et très ramifiés, ressemblent à des buissons épineux. A maturité, les gamétocytes libèrent des gamètes mâles à deux flagelles semblables à ceux de la spore.
Le gamète mâle féconde le gamète femelle pour donner un zygote qui va germer rapidement en une plantule lancéolée brun clair. Elle devient un plant de 4 à 6 m de longueur sur 20 à 30 cm de largeur.
Le cycle de reproduction, qui fait intervenir deux biontes, est un cycle haplodiplobiontique avec un gamétophyte microscopique haploïde et un sporophyte diploïde.
La culture forcée
Elle comprend cinq étapes :
– l’ensemencement des collecteurs à partir d’étalons sélectionnés,
– la phase de croissance en écloserie,
– la phase de préculture en eau calme,
– le développement en mer avec l’utilisation d’engrais et
– la récolte. (Voir figure 3)
Ensemencement des collecteurs à partir d’étalons sélectionnés.
Les collecteurs sont des supports artificiels sur lesquels les spores vont se fixer.
Leur forme diffère selon les pays :
– au Japon, ils ont la forme de prismes autour desquels est enroulée une cordelette blanche en polypropylène de 2 à 3 mm de diamètres,
– en Chine, il s’agit d’un tressage de cordelette (5 mm de diamètre) en fibres de coco longuement lavées pour leur enlever toute toxicité.
Le fermier, au cours de la saison suivante, sélectionne les plantes capable de croître rapidement et de former une longue lame ceci dès leur jeune âge.
Les plantes ainsi sélectionnées sont placées dans des conditions optimales de développement. Elles sont espacées les unes des autres et secouées. De plus, elles sont essuyées chaque semaine pour délivrer les thalles de la fine pellicule de sédiments qui se dépose à leur surface. Puis, elles sont mises dans des conditions contrôlées leur permettant de produire le maximum de sores.
Entre les mois de mai et juin, les plantes sélectionnées sont utilisées pour la libération des spores. Les géniteurs matures prêts à émettre les spores sont caractérisés par la tendance au détachement de la cuticule en lambeaux transparents.
Au laboratoire, il essuie les lames avec un tampon de coton dans de l’eau de mer stérile afin d’enlever le maximum d’épiphytes (organismes vivant sur lame). Puis, il les étend durant une nuit au frais (10 degrés Celsius) et à l’obscurité où elles subissent un début de déshydratation.Le lendemain matin, il les plonge, en pleine lumière, dans de l’eau de mer à 12 degrés celsius.
En Chine, cette eau de mer est contenue dans de grands bassins en ciment (3×1,5×1,2 m) où ont été suspendus verticalement 200 à 250 collecteurs tressés.
Au Japon, les collecteurs sont déposés sur le fond du bassin une face contre le sol.
Les plants sont placés dans l’eau. Les paraphyses se réhydratent et se gonflent. Ceci entraîne l’ouverture des sporocystes qui libèrent chacun une soixantaine de spores, petites et minces, munies de deux flagelles latéraux. L’eau prend une couleur brune due à la présence des spores. L’émission est jugée correcte si l’examen d’une goutte d’eau au microscope montre au bout de 20 à 30 minutes un grouillement de zoïdes biflagellés qui traversent le milieu en tout sens.
Les spores entrent en contact avec les cordelettes des collecteurs sur lesquelles elles se fixent et perdent leurs flagelles.
L’ensemencement complet est réalisé au bout de 45 minutes . Passé ce délai , il n’y a plus de spores nageant dans le milieu. De plus, l’ensemencement est jugé suffisant quand on peut compter 25 à 30 spores dans le halo de magnificence 100.
La croissance en écloserie.
Nous distinguons deux modèles :
– les chinois utilisent un grand bassin contenant de l’eau de mer enrichie en nitrate d’ammonium et en phosphate de potassium où tous les collecteurs sont suspendus ;
– les japonais utilisent des bacs en plastique de petites dimensions. Chaque bac mesure (0.5 x 0.5 x 0.2 m) et ne contenant qu’un seul collecteur.
Le modèle japonais présente l’avantage d’empêcher par isolement la contamination de l’ensemble de la culture en cas de développement d’une maladie dans un bac.
L’ensemble de ces bacs baigne dans un chenal parcouru par de l’eau de source maintenue à une température de 12 degrés.
Le cycle de reproduction se déroule sur les cordages : germination des spores, la formation des gamétophytes, production de gamètes, fécondation germination des zygotes en plantules.
Le cultivateur doit avoir pour le mois de septembre des plantules ayant 1 à 2 mm de hauteur. Si le cultivateur veut ralentir la croissance, il peut diminuer l’intensité de la lumière grâce à des rideaux tendus aux fenêtres ; pour accélérer la croissance, il augmente l’éclairement au moyen de tubes fluorescents et apporte des nutriments.
La pré culture.
Les collecteurs sont suspendus en mer pour permettre à la plante de s’adapter aux conditions du milieu marin.
Les plantules sont placées dans une zone calme (abris d’îles ou de hauts fonds) ayant une profondeur de 4 m qui les met hors du ressac et d’un éclairage trop important. Et cette situation sera maintenue jusqu’au mois de novembre. Durant cette période le cultivateur doit chaque semaine remonter les collecteurs pour enlever les dépôts de sédiments, les espèces indésirables et, tremper chaque collecteur 10 à 15 minutes dans une solution enrichie en nitrate d’ammonium. Les plantules stockent cet engrais, leur permettant d’accélérer la croissance.
Les plantules, vers fin octobre à début novembre, mesurent 20 à 25 cm de longueur alors qu’elles n’auraient pas atteint 5 cm sans engrais.
Le développement des plantes.
La taille des Laminaria japonica dépend de la longueur des plantules au moment de la transplantation. Cette dernière joue un rôle important dans la croissance. En effet la taille de la plantule va être multipliée par 20 entre novembre et mars.
Si sa longueur se situait autour de 5 cm en novembre, elle serait de 90 à 100 cm en mars et, si elle est de 20 à 25 cm, elle dépassera 4 m à la fin de l’hiver.
Le développement de la plante s’effectue en deux phases (Voir figure) :
– La première phase
Les cordages porteurs vont fixer la plantule à l’intérieur de l’écloserie pour éviter d’exposer les frondes à la lumière solaire et au vent. Les cordages sont suspendues en position verticale entre un poids de 5 kg à l’extrémité libre et un orin (gros cordage) maintenu en surface par des flotteurs.
Les thalles du dessus en contact avec la lumière se développent plus vite que ceux situés en bas, ombragés par les autres. Ce-ci peut être évité en inversant les cordages porteurs chaque semaine afin que les plants du bas se retrouvent en surface et leur rattraper leur retard de croissance.
En revanche, si au départ le cordage porteur est placé transversalement, les crampons des Laminaria japonica vont recevoir beaucoup de lumière et vont se fixer mal. Les études biologiques ont montré qu’ils étaient photophobes. En conséquence les thalles vont partir au fil de l’eau à la moindre houle. La position verticale est donc maintenue pendant 1 mois et demis jusqu’à ce que les plantes soient solidement agrippées.
– La deuxième phase
Les cordages porteurs sont reliés de deux orins successifs ce qui les met en position horizontale dite « en guirlandes », ainsi la plante est bien éclairée et pourra croître rapidement en présence de nutriments.
Donc le cultivateur doit remonter tous les cordages porteurs à la surface de façon à former avec leurs lames une couche végétale dense. Un bateau pompe pulvérise une solution de nitrate d’ammonium à 0,7g/l au dessus du dais formé.
Laminaria japonica à la capacité d’absorber et de stocker l’azote dont le taux dans ses tissus passe en 20 minutes de 1,2 % à 3,5 %. Ainsi il aura des réserves suffisantes pour se développer rapidement jusqu’à la prochaine pulvérisation qui aura lieu deux semaines plus tard.
La forte croissance est notée en avril (160 cm en moyenne ) en mai (140 cm) puis elle s’arrête au cours du mois de juin, mais l’accroissement en largeur et en épaisseur se poursuit alors que la lame devient fertile.
En fin juin la thalle atteint sa taille maximale et commence à se déshydrater. Dans certaines régions septentrionales, le cultivateur pratique le « trip-cutting », c’est à dire couper les extrémités de la lame sur 50 à 70 cm. De toute manière, cette partie va se dilacérer entre le mois de juin et la récolte si elle n’est pas coupée, et le fait de la récupérer représente 1/7 de la production totale.
Le « tip-cutting » présente des avantages car elle permet d’éliminer les tissus souvent « épiphytés »ou affectés par des agents pathogènes et, de provoquer une meilleure pénétration de la lumière dans le peuplement entraînant donc une forte croissance en épaisseur.
Le champ comporte des orins qui supportent les cordages (voir figure 5). Si l’installation est effectuée en zone agitée, chaque orin est solidement ancré par ses deux extrémités au substratum au moyen de plots en ciment ou au moyen de harpons enfoncés sous pression dans le sable. En revanche, dans un milieu calme le cultivateur regroupe plusieurs orins et seuls les deux placés en bordure possèdent un ancrage.
La conservation des récoltes.
Nous distinguons trois types de traitement :
– le traitement traditionnel : les lames de Laminaria japonica sont étendus immédiatement après récolte sur le rivage au soleil parallèlement les uns aux autres sur des claies de séchage. Les crampons sont disposés du même côté afin que le cultivateur puisse les couper rapidement. Les lames doivent être retournées toutes les quatre heures pour obtenir un séchage rapide et uniforme. Au coucher du soleil, les lames sont recouvertes par des nattes en paille qui les mettent à l’abri de l’humidité de la nuit et de la rosée de l’aurore. Le lendemain, les lames sont à nouveau exposées au soleil. Cette opération est répétée jusqu’à obtenir une teneur en eau voisine de 15%. Après séchage elles sont triées, groupées par paquets de 100, les plus belles lames sont découpées à une longueur conventionnelle , pliées en deux à la chaleur et vendues directement sur le marché. Les autres seront amenées à l’usine où elles sont ébouillantées salées et, conditionnées en sachets.
Si le temps n’est pas ensoleillé, le séchage de la récolte sera remise à plus tard, mais il faudra séparer les lames du crampon, puis les ébouillanter pendant 20 secondes avant de les tremper dans une solution saline. Elles sont ensuite égouttées et, enfin, étalées en strates dans un bac avec une couche de gros sel entre chaque strate. Lorsque les conditions météorologiques le permettent les lames sont lavées à l’eau douce pour le sel séchés au soleil ou à l’air chaud.
Mais il faut noter que la qualité du Laminaria est meilleure quand le séchage est immédiat car le lavage va dissoudre et éliminer certains composants.
– Le « cendrage » : cette pratique est aussi artisanale. La lame est brassée dans de la cendre de fougères ou de chiendent, elle est extraite ensuite du malaxeur et, étendu au soleil dans un lieu où un courant d’air permet un séchage homogène. Par un tel procédé, l’algue garde sa souplesse suite à une réaction chimique entre l’acide alginique contenu dans la fronde et le calcium de la cendre. De plus le cendrage diminue l’acidité des tissus et inhibe l’action des enzymes de dégradation.
– Les préparations élaborées : elles consistent à plonger les lames pendant quelques secondes dans de l’eau bouillante pour dissoudre et éliminer les pigments bruns. Les lames devenues vert brillante sont immédiatement immergées dans de l’eau froide pour stabiliser leur teinte.
LA TECHNIQUE DE CULTURE DE MACROCYSTIS PYRIFERA.
La culture des Macrocystis pyrifera s’est développée surtout sur les côtes californiennes.
Le cycle de reproduction semblable à celui de Laminaria japonica. A la base du plant, des folioles spéciales qui assurent la formation des spores. Les sporophylles sont groupés par 2, 3, et 4 sans flotteur et sont fertiles presque toute l’année. Les sores apparaissent sous forme de taches bruns-sombres longitudinales.
D’après PEREZ (1997), le Professeur W.J. NORTH et son équipe ont proposé après le choix des folioles fertiles trois méthodes de cultures :
– la méthode de la bande de coton,
– des anneaux
– et de l’entonnoir.
Le choix des folioles fertiles
NORTH et son équipe préfèrent cueillir les folioles des plants poussant près de la frontière du Mexique. Ces plants ont l’avantage qu’ils peuvent supporter des températures élevées pendant des périodes plus longues. Les thalles sélectionnés de cette région leur ont permis de reconstruir les peuplements de Macrocystis pyrifera des côtes californiennes.
Différentes méthodes de culture.
La méthode de la bande de coton (voir figure 7)
Les folioles fertiles cueillies à la base des thalles sont nettoyées avec un pinceau et étalées à l’air à 15˚C dans une boîte isotherme pendant une nuit. Le lendemain matin, les folioles sont et disposées dans une cuvette contenant de l’eau de mer à 5˚C jusqu’à l’obtention d’une solution sirupeuse. L’observation au microscope montre une forte émission de spores s’agitant en tous sens grâce à leurs flagelles latéraux. Puis cette solution est versée dans un aquarium jusqu’à ce qu’elle couvre totalement la bande de coton disposée en accordéon et mesurant 9 m de longueur sur 45 cm de largeur.
Les spores vont se fixer en nombre important sur le coton. Au bout de trois jours, le tissu est étendu sur un plan incliné en permanence parcouru par l’eau de mer filtrée et maintenue à 5˚C. Après le développement des gamétophytes, de multiples fécondation vont se produire. Lorsque les plantules mesurent 1 à 2 mm de hauteur, un plongeur descend la bande sur le fond de la mer et la secoue violemment. Les plantules se détachent et atteignent le substratum où elles se collent. Un rhizoïde va bientôt les fixer solidement au sol.
Cette technique est indiquée dans les lieux calmes.
L’inconvénient de cette méthode réside dans le fait que les pertes sont énormes car il faut immerger au moins 1000000 de plantules pour obtenir un plant adulte. Ce ci est du au fait que les plantules s’associent avec les bulles libérées par le plongeur pour remonter vers la surface.
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Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE I : LES ALGUES BRUNES
1 – DEFINITION
2 – POSITION DES ALGUES DANS LE REGUNE VEGETAL
3 – CARACTERISTIQUE PRINCIPALES DES PHEOPHYCEES
4 – CLASSIFICATION
5 – LES CARACTERISTIQUES BIOLOGIQUES DES ALGUES BRUNES
6 – LES DIFFERENTES ESPECES D’ALGUES BRUNES RECENCEES DANS LE MONDE
6.1 – Les espèces d’algues brunes utilisés pour la consommation selon les différents pays
6.2 – Les espèces d’algues brunes recensées sur les côtes atlantiques du Sénégal
CHAPITRE II : CULTURE DE QUELQUES ALGUES BRUNES
1 – LA TECHNIQUE DE CULTURE DU LAMINARIA JAPONICA
1.1 – Le cycle de reproduction sexuée
1.2 – La culture forcée
1.2.1 – Ensemensement des collecteurs à partir d’étalons sélectionnés
1.2.2 – La croissance en écloserie
1.2.3 – La pré culture
1.2.4 – Le développement des plantes
1.2.5 – La récolte
1.2.6 – La conservation des récoltes
2 – LA TECHNIQUE DE CULTURE DE MACROCYSTIS PYRIFERA
2.1 – Le choix des folioles fertiles
2.2 – Différentes méthodes de culture
A – La méthode de la bande de coton
B – La méthode des anneaux
C – La méthode d’entonnoir
E – La récolte des Macrocystis
CHAPITRE III : LES ALGINATES
II – LES ALGINATES
1 – Historique
2 – Composition de la molécule
3 – Les propriétés de l’acide alginique
4 – Les espèces utilisées pour l’extraction de l’alginate
5 – Technique d’extraction de l’acide alginique
6 – Les principaux sels obtenus à partir de l’alginate
7 – Les différentes qualités de l’alginate
8 – Production mondiale d’alginates
9 – Les utilisations d’alginates
CHAPITRE IV : UTILISATION DES ALGINATES EN CHIRURGIE DENTAIRE
III – L’UTILISATION DE L’ALGINATE EN CHIRURGIE DENTAIRE
1 – Historique
2 – Composition des hydrocolloïdes irréversibles
3 – Classification des alginates dentaires
4 – La réaction de prise
5 – Facteurs de variation du temps de prise
6 – Propriétés
6.1 – Résistance mécanique
6.2 – Stabilité dimensionnelle
6.3 – Précision
6.4 – Viscosité
6.5 – Elasticité
6.7 – pH
7 – Mise en œuvre
7.1 – Présentation
7.2 – Stockage
7.3 – Dosage
7.5 – Adhésion au porte empreinte
8 – Indications
IV – AUTRES UTILISATIONS DES ALGINATES DANS LE DOMAINE MEDICAL
CONCLUSIONS
BIBLIOGRAPHIE
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