Certains groupes de Diptères, comme les Culicidae, sont responsables des plus grandes endémies. Ils causent des problèmes de santé publique ou de nuisances socio-économiques. Les moustiques présentent un intérêt médical et vétérinaire puisqu’ils sont responsables de la transmission de plusieurs agents pathogènes causant chez l’homme et les animaux plusieurs maladies dont le paludisme qui concerne à lui seul plus de la moitié de la population mondiale (Kaufman et al., 2011). Ils constituent un matériel d’étude très important pour les entomologistes (Boulkenafet, 2006). La plupart des espèces culicidiennes ont un comportement qui diffère d’une région à l’autre dans leur aire de répartition, ce qui influe sur leur rôle vecteur (Hassaine, 2002).
En Algérie, les Culicidés constituent les insectes piqueurs les plus nuisibles aux populations et continuent de transmettre des maladies infectieuses. Des compagnes de démoustication régulières sont menées contre ces insectes à la fois pour l’éradication de ces maladies et la réduction des nuisances au niveau du centre urbain et touristique. L’efficacité de telles luttes, qu’elles soient chimiques ou biologiques, est tributaire de la connaissance de la bioécologie de ces insectes. Les Culicidae présentent des caractères morphologiques généralement nets, permettant d’identifier facilement la famille et d’en donner une bonne description. En revanche, leur regroupement en sous- familles et en genres et en sous genres est beaucoup plus délicat.
Les classifications proposées par Theobald (1901-1910), Neveu- Lemaire (1902), Dyar & Knab (1906) et Alcolk (1911, in Kirkpatrick, 1925), ont subi de nombreuses modifications. Guitsevitch et al. (1974) scindent la famille des Culicidae en trois sous familles : Anophelinae, Culicinae et Toxorhynchitinae. Senevet & Andarelli, dans leurs travaux sur les Culicidae du Nord africain distinguent trois sous–familles: Anophelinae, (Senevet, 1935, 1958; Senevet & Andarelli, 1956); Aedinae, (Senevet & Andarelli 1954, 1963a, 1963b, 1964a, 1964b, 1966) et Culicinae, (Senevet, 1947, 1949, 1954). Nous avons adopté également cette même classification.
Les plus anciens travaux réalisés sur les Culicidés d’Algérie remontent au siècle dernier. Les recherches effectuées ensuite par Clastrier (1941) constituent avec les travaux de Senevet & Andarelli (1954, 1956, 1958, 1959a, 1963a, 1963b, 1964b, 1966), une étape importante dans la connaissance de la faune Culicidienne Algérienne.
Présentation de la région de Tébessa
Situation géographique
La wilaya de Tébessa se situe à l’Est de l’Algérie, sa superficie est de l’ordre de 13878 km2 et elle s’élève à environ 960 m d’altitude au niveau de la mer. S’étendant entre 34,75° et 36° de latitude Nord, et entre 7,25° et 8,5° de longitude Est, la wilaya est limité au Nord par la wilaya de Souk Ahras, au Sud par la wilaya d’El Oued, à l’Ouest par la wilaya d’Oum El Bouaghi et Khenchela, tandis qu’à l’Est par la frontière algéro-tunisienne (Fig. 1). La région offre des paysages variés. Elle est divisée en 28 communes; notre étude couvre cinq d’entre elles : El Aouinet, Morssot, Boulhef Dyr, Tébessa ville et Elma Labiod.
Milieu naturel
Relief
La wilaya de Tébessa qui chevauche sur des domaines physiques différents, elle est limitée :
• Au Nord, le domaine atlasique à structure plissée constituée par : les monts des Nememchas et les monts de Tébessa dont les sommets culminent au dessus de 1550m (Djbel ozmor 1591m ; Djbel Kemakem 1277m et Djebel Onk 1358m), les hauts plateaux proprement dits qui offrent des paysages ondulés fortement ravinés et couverts d’une végétation steppique à base d’alfa et d’armoise (plateau du Darmoun; Safsaf El Ouesra et Berzguel…) et les hautes plaines encaissées et encadrées par les reliefs décrits précédemment. Ce sont les plaines de Tébessa: Morsott; Mechentel: Behiret Larneb.
• Au sud, le domaine saharien à structure tabulaire constitué par le plateau saharien qui prend naissance au delà de flexure méridionale de l’Atlas saharien (sud du Djebel Onk, Djebel Labiod).
Climat
La wilaya de Tébessa est une zone de transition météorologique, elle se distingue par quatre étages bioclimatiques:
– le sub-humide (400 à 500 mm/an), très peu étendu, il est limité aux sommets de quelques reliefs (Djebel Serdies et Djebel Bouroumane);
– le semi-aride (300 à 400 mm/an), couvre toute la partie Nord de la wilaya; ce sont El Aouinet, Morssot, Boulhef Dyr, Tébessa ville.
– le sub-aride (200 à 300 mm/an), couvre les plateaux steppiques de Oum-Ali et Elma Labiod.
– l’aride ou saharien doux (inférieur à 200 mm/an), s’étend au-delà de l’Atlas saharien et couvre les plateaux de Negrine et Ferkane.
Hydrographie
La wilaya de Tébessa, chevauche également sur deux grands systèmes hydrographiques:
• Le bassin versant de l’Oued Medjerda, lui même subdivisé en 4 sous bassin versants couvrant la partie Nord de Wilaya. L’écoulement y est exoréique assuré par une multitude de cours d’eau dont les plus importants sont: Oued Mellégue, Oued Chabro, Oued Serdiess, Oued Ksob, Oued ElKebir….etc.
• Le bassin versant de l’Oued Melghir qui couvre la partie Sud de la wilaya. L’écoulement y est endoréique, il est drainé par Oued Cheria, Oued Helail, Oued Mechra, Oued Safsaf, Oued Gheznet,Oued Djarech, Oued serdiss, qui aboutissent et alimentent les zones d’épandages situées au sud.
Echantillonnage et identification des populations culicidiennes
Méthode adoptée sur le terrain
L’échantillonnage couvre cinq sites différents dans la wilaya de Tébessa et chaque site est divisé en stations. Dans chaque station, cent prélèvements ont été réalisés à l’aide d’une louche de 500 millilitres. Cette dernière est plongée dans l’eau puis déplacée d’un mouvement uniforme en évitant les remous.
Méthode adoptée au laboratoire
Actuellement, seules les larves ayant atteint le quatrième stade font l’objet d’une identification fiable. Les larves une fois récoltées sont triées par espèce, dénombrées et déterminées. Elles sont conservées dans de l’alcool à 70° et regroupées par station. Le tube porte une étiquette indiquant le lieu et la date du prélèvement. Les nymphes sont élevées jusqu’à l’émergence, L’identification est faite également sur l’imago. Les larves dont les caractères de détermination sont souvent microscopiques, doivent être montées entre lame et lamelle. Elles reçoivent donc un traitement spécial. La technique de préparation est similaire à celle utilisée par Matile (1993). Les larves sont plongées dans une solution de potasse (KoH) à 10 % où elles demeurent pendant 12 à 24 heures jusqu’à l’éclaircissement désiré. Les larves subissent ensuite deux bains de 2 à 3 minutes dans l’eau distillée afin de les débarrasser de la potasse. Elles sont transvasées dans une solution d’alcool absolu pendant 3 minutes, puis dans le toluène pur pendant quelques secondes. A l’aide d’une épingle fine, chaque larve est sectionnée en deux parties sous la loupe binoculaire au niveau de son septième segment abdominal. La partie antérieure est montée sur la face ventrale, le reste du corps est monté latéralement entre lame et lamelle dans une goutte de baume de Canada. La lame doit porter une étiquette sur laquelle la date de prélèvement, le lieu de récolte et l’appellation de l’espèce sont mentionnés. L’observation et la détermination de l’espèce se fait au microscope optique.
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Table des matières
1. INTRODUCTION
2. MATERIEL ET METHODES
2.1. Présentation de la région
2.1.1. Situation géographique de la région
2.1.2. Milieu naturel
2.2. Présentation des sites d’étude
2.3. Données climatiques de la région d’étude
2.3.1. Les précipitations
2.3.2. La température
2.3.3. Humidité (%)
2.4. Classification du climat
2.4.1. Diagramme Ombrothermique de Gaussen
2.5. Caractéristiques de l’eau des sites
2.5.1. Potentiel d’Hydrogène (pH)
2.5.2. Oxygène dissous
2.5.3. Conductivité électrique
2.6. Choix des stations d’études
2.7. Echantillonnage et identification des populations Culicidiennes
2.7.1. Méthode adoptée sur le terrain
2.7.2. Méthode adoptée au laboratoire
2.8. Techniques de reconnaissance des Culicidae
2.9. Techniques d’élevage
2.9.1. A l’état larvaire
2.9.2. A l’état adulte
2.10. Indices écologiques
2.10.1. Indices de composition
2.10.2. Indices de structures
2.11. Etude morphométrique
2.12. Extraction et dosage des métabolites
2.12.1. Dosage des protéines totales
2.12.2. Dosage des glucides totaux
2.12.3. Dosage des lipides totaux
2.13. Présentation des insecticides et traitement
2.14. Etude toxicologique
2.15. Prélèvement et morphométrie des ovaires
2.16. Dosage biomarqueurs
2.16.1. Activité de l’acétylcholinestérase
2.16.2. Activité de la glutathion S-transférase
2.16.3. Dosage du glutathion
2.16.4. Dosage du malondialdéhyde
2.16.5. Dosage de la catalase
2.17. Analyse statistique
2.17.1. Analyse factorielle des correspondances
2.17.2. Classification Ascendante Hiérarchique
2.17.3. Analyse de covariance
3. RESULTATS
3.1. Inventaire global des Culicidae
3.2. Présentation des espèces inventoriées
3.3. Analyse de la répartition des espèces
3.3.1. Analyse factorielle des correspondances
3.3.2. Classification Ascendante Hiérarchique
3.3.3. Effet des facteurs abiotiques sur l’abondance et la richesse spécifique (analyse de la covariance)
3.3.4. Indices écologiques
3.4. Caractérisation morphométrique et biochimique des espèces inventoriées
3.4.1. Croissance linéaire des espèces inventoriées
3.4.2. Croissance pondérale des espèces inventoriées
3.4.3. Composition biochimique des stades post-embryonnaires
3.5. Essai insecticide à l’égard de Culiseta longiareolata et Culex pipiens
3.5.1. Essai insecticide à l’égard de Culiseta longiareolata
3.5.2. Essai insecticide à l’égard de Culex pipiens
3.6. Impact du spiromesifene sur les biomarqueurs
3.6.1. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de l’acétylcholinestérase
3.6.2. Effet du spiromesifène sur le taux du GSH
3.6.3. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de la glutathion S- transférase
3.6.4. Effet du spiromesifène sur le taux du malondialdéhyde
3.6.5. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de la catalase
3.7. Impact du spiromesifène sur la croissance
3.7.1. Anomalies morphologiques
3.7.2. Croissance pondérale
3.7.3. Croissance linéaire
3.8. Impact du spiromesifène sur la reproduction
3.8.1. Effet sur la morphométrie de l’ovaire
3.8.2. Effet sur la morphométrie des testicules
3.8.3. Effet sur la biochimie ovarienne
3.8.4. Effet sur la biochimie testiculaire
4. DISCUSSION
4.1. Etude taxonomique
4.2. Indices écologiques
4.3. Caractérisation morphométrique des espèces
4.4. Caractérisation biochimique des espèces
4.5. Essai insecticide
4.6. Effets du spiromesifène sur les biomarqueurs
4.6.1. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de l’AChE
4.6.2. Effet du spiromesifène sur le taux de GSH
4.6.3. Effet du spiromesifène sur l’activité spécifique de la GST
4.6.4. Effet du spiromesifène sur le taux du MDA
4.6.5. Effet du spiromesifène sur la catalase
4.7. Impact du spiromesifène sur la croissance
4.8. Impact du spiromesifene sur la morphométrie des gonades
4.9. Impact du spiromesifène sur la biochimie des gonades
5. CONCLUSION
